基因编辑技术（CRISPR/Cas9、ZFNs、TALENs）通过精准改造基因组序列，广泛应用于基因功能研究、疾病模型构建、基因治疗与作物育种。编辑效率（成功编辑的细胞/DNA比例）直接决定实验成败：效率过低导致阳性克隆筛选困难，过高可能增加脱靶风险。
传统验证方法：
T7E1/Surveyor酶切：半定量、操作繁琐、灵敏度低。
Sanger测序（TIDE/ICE）：成本高、周期长、通量有限。
ddPCR：精准但设备昂贵、实验复杂。
博清生物科技（南京）有限公司研发的酶标仪作为实验室基础设备，适配96孔板，支持化学发光等多模式检测，可实现高通量、快速、定量的编辑效率与功能验证，显著提升实验效率。
一、酶标仪验证基因编辑效率的核心原理与方法
（一）荧光报告基因系统（最常用）
原理：构建含终止密码子/移码突变的荧光素酶（Luc）或GFP报告载体；CRISPR/Cas9编辑修复后，报告基因恢复表达，荧光/发光强度与编辑效率正相关。
方法：
1、构建：靶位点插入移码突变的Luc/GFP报告质粒。
2、共转染：报告质粒+Cas9/gRNA。
3、培养：24–72h。
4、检测：
荧光：GFP（Ex 488nm/Em520nm）。
化学发光：荧光素酶底物（发光值）。
（二）核酸定量与错配酶切（DNA 水平）
原理：编辑后DNA产生Indel；PCR扩增→变性复性形成异源双链→T7E1/CEL1酶切→酶切产物量反映编辑效率。
酶标仪法（替代电泳）：
1、PCR扩增靶位点。
2、变性复性（95℃→25℃缓慢降温）。
3、T7E1酶切（37℃，1–2h）。
4、荧光染料法（SYBR Green I）：
检测酶切前后荧光值变化（双链DNA结合染料）。
（三）蛋白表达水平验证（功能水平）
原理：基因编辑（敲除/敲入）→靶蛋白表达改变→ELISA/Western Blot（微孔板）定量。
方法：
1、细胞裂解，提取总蛋白。
2、包被抗体→加样本→酶标二抗→底物显色。
3、吸光度定量蛋白浓度。
4、编辑效率=（野生型蛋白量−编辑组）/野生型×100%。
（四）FRET（单碱基编辑/精准突变）
原理：供体荧光标记探针与野生型互补；编辑后错配导致FRET信号降低，信号差定量编辑效率。
二、标准实验流程（以荧光素酶报告法为例）
（一）材料与试剂
1、细胞：293T/HeLa。
2、载体：Cas9/gRNA 质粒、Luc报告质粒。
3、试剂：转染试剂、荧光素酶检测试剂盒、PBS、细胞裂解液。
4、仪器：博清生物酶标仪、96孔板、CO₂培养箱。
（二）实验步骤
1、细胞铺板：96孔板，5×10⁴细胞/孔，100μL培养基，培养24h。
2、共转染：
实验组：Luc报告质粒（0.2μg）+ Cas9/gRNA（0.2μg）。
对照组：Luc野生型（阳性）、空载体（阴性）。
转染试剂：脂质体，孵育15min，每孔加10μL。
3、培养：37℃、5% CO₂，48h。
4、裂解与检测：
弃培养基，PBS洗1次。
加20μL裂解液，室温15min。
加50μL荧光素酶底物。
酶标仪化学发光模式测RLU（相对发光单位）。
三、博清酶标仪的核心优势
高通量高效：96孔，检测时间短，日测样本多。
多方法兼容：吸光度、荧光、发光、FRET，DNA/RNA/蛋白水平全覆盖。
定量精准：CV<1%，线性范围宽，半/定量到准确定量。
操作简便：无需电泳/测序，一步法检测，降低人为误差。
成本低廉：单孔成本低，设备通用，无需专用仪器。
功能验证：直接反映蛋白表达/细胞表型，比DNA检测更具生物学意义。
博清生物科技（南京）有限公司研发的酶标仪凭借高通量、多模式、高灵敏、易操作的特性，为基因编辑效率验证提供了高效、经济、可靠的解决方案。它可在DNA、RNA、蛋白多水平实现快速定量与功能验证，显著提升gRNA筛选、编辑条件优化、阳性克隆鉴定的效率。在功能基因组学、基因治疗、药物研发等领域，已成为实验室不可或缺的核心工具。
